Влияние хлорида натрия на рост биомассы и синтез белковых веществ при культивировании микроводорослей Dunaliella salina на питательной среде из свекловичной мелассы

Введение. В настоящее время области применения галофилов рода Halobacteriaceae ограничены в основном применением β-каротином и гидролазами в пищевой и косметической промышленностях. Расширение областей применения галофилов в биотехнологии основано на синтезе эффективных и высокоспецифичных биокатализаторов, которые могут удовлетворить промышленные потребности. Галофилы являются отличными источниками ферментов, которые не только устойчивы к соли, но также могут быть эффективными и других экстремальных условиях.  Устойчивость галофилов к внешним факторам вызывает к ним все больший интерес со стороны биотехнологов, т. к. они являются источником многих БАВ, а среда их обитания позволяет проводить культивирование в нестерильных условиях. В этой связи представляет научный и практический интерес определение возможности применения бактерий D. salina в промышленности, которые рекомендуется использовать для очистки сточных вод, экспрессии рекомбинантных белков, производство биотоплива, получения природных полимерных материалов.

Цель. Для изучения эффективности культивирования микроводорослей Dunaliella salina (D. salina) на питательной среде из мелассы данной работе проводили эксперименты с дополнительным внесением хлорида натрия.

Материалы и методы. В обзор включены зарубежные статьи, опубликованные на английском языке за период 2010-2023 год. Поиск научных статей на подходящие темы в библиографических базах Google Scholar, Scopus, Web of Science. При отборе публикаций для обзора приоритет отдавали высокоцитируемым источникам

Результаты. Установлено, что увеличение температуры культивирования микроводорослей от 5 до 25℃ благоприятно влияет на ростовые характеристики культуры D. Salina: повышается удельная скорость роста, а время генерации клеток снижается. При содержании хлорида натрия в питательной среде до 5% микроводоросли D. salina проявляют галотолерантные свойства. С увеличением содержания NaCl в питательной среде до 30% культура D. salina проявляет галофильные свойства. Наилучшие кинетические характеристики роста культуры D. salina проявляются при галофильной физиологической активности. Выход биомассы микроводорослей D. salina при культивировании на питательной среде без внесения и при внесении в питательную среду из мелассы 5% хлорида натрия выше в сравнении с внесением в питательную среду 15 и 30% хлорида натрия. По полученным результатам можно сказать, что повышение содержания хлорида натрия приводит к увеличению  скорости роста культуры и времени генерации, также в значениях 30% NaCl проявляется большее содержание белка и β-фруктозидазной. С увеличением продолжительности культивирования до 240 ч наблюдается снижение pH питательной среды c 7,04 до 4,70, что обусловлено усвоением микроводорослями минерального и связанного с органическими веществами азота. При увеличении продолжительности культивирования микроводорослей наблюдается рост числа клеток в культуральной жидкости до 4∙10⁷ кл/мл, которые при этом синтезируют внеклеточный фермент β-фруктозидазу, гидролизующий сахарозу.

Выводы. Ввиду полученных результатов исследования можно указать на возможность использования мелассы свекловичной в качестве источника углерода и веществ, стимулирующих рост D.salina, для получения биомассы, белковых веществ и фермента β-фруктозидаза

1. Али-заде, Г. И., Сулейманова, Л. М., & Джалилова, А. Р. (2020). Биосинтез пигментов в клетках Dunaliella Salina IPPAS D-294, модифицированных ионолом при высокой солености в оптимальном и низкотемпературном режимах культивирования. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований, (2), 9–14.

2. Баймурзаев, Е. Н., Тонких, А. К., & Верушкина, О. А. (2022). Особенности культивирования аральского штамма Dunaliella salina AR-1 на открытом воздухе. Universum: химия и биология, 11, 39–42. http://dx.doi.org/10.32743/2022.101.11.14493

3. Боровков, А. Б., & Гудвилович, И. Н. (2012). Ростовые и биохимические показатели квазинепрерывной культуры Dunaliella salina. Biotechnologia. Acta, 5(3), 105-111.

4. Боровков, А. Б., & Гудвилович, И. Н. (2019). Апробация двухстадийного выращивания Dunaliella salina в Севастопольском регионе. Вопросы современной альгологии, (2), 211–220. http://dx.doi.org/10.18470/1992-1098-2019-2-211-220

5. Рязанцев, К. О., & Муратов, А. В. (2021). Исследование антиоксидантной активности биомассы водоросли Dunaliella salina. В Горизонты биофармацевтики (с. 116–118). Курский государственный медицинский университет.

6. Ха, З. Т., Канарский, А. В., Канарская, З. А., Щербаков, А. В., & Щербакова, Е. Н. (2019). Эффективность культивирования бактерий рода Paenibacillus mucilaginosus на питательной среде на основе сахарозы. Научный журнал НИУ ИТМО. Серия «Процессы и аппараты пищевых производств», 3, 62-72.

7. Ха, Т. З., Канарский, А. В., & Канарская, З. А. (2020). Эффективность культивирования бактерий Paenibacillus на ферментолизатах клетчатки рисовой шелухи. Химия растительного сырья, (2), 271–282. http://dx.doi.org/10.14258/jcprm.2020026687

8. Akpolat, C., Ventosa, A., Birbir, M., Sánchez-Porro, C., & Caglayan, P. (2015). Molecular identification of moderately halophilic bacteria and extremely halophilic archaea isolated from salted sheep skins containing red and yellow discolorations. Journal of American Leather Chemists Association, 100(7), 211–226.

9. Alva, M., Norena-Barroso, E., Guerra-Castro, E., Albarrán, I., Barreto, A., & Gaxiola, G. (2022). Fatty acid profile and productivity variation during the growth of Dunaliella sp. under different photon flux densities and glycerol concentrations. Latin American Journal of Aquatic Research, 50, 236-250. http://dx.doi.org/10.3856/vol50-issue2-fulltext-2815

10. Baati, H., Mariam, S., Azri, C., Ammar, E., & Trigui, M. (2022). Hydrolytic enzyme screening and carotenoid production evaluation of halophilic archaea isolated from highly heavy metal‑enriched solar saltern sediments. Brazilian Journal of Microbiology, 53, 1893–1906. http://dx.doi.org/10.1007/s42770-022-00855-6

11. Borovkov, A. B., Gudvilovich, I. N., & Avsiyan, A. L. (2020). Scale-up of Dunaliella salina cultivation: from strain selection to open ponds. Journal of Applied Phycology, 32, 1545–1558. http://dx.doi.org/10.1007/s10811-020-02104-5

12. Borovkov, A. B., Gudvilovich, I. N., Avsiyan, A. L., & Lantushenko, A. O. (2021). Light supply and mineral nutrition conditions as optimization factors for outdoor mass culture of carotenogenic microalga Dunaliella salina. Aquaculture Research, 52, 6098–6106. http://dx.doi.org/10.1111/are.15471

13. Box, G. E. P., & Wilson, K. B. (1951). On the Experimental Attainment of Optimum Conditions. Journal of royal statistical society series B, 13, 1–38.

14. Cakmak, Y. S., Kaya, M., & Asan-Ozusaglam, M. (2014) Biochemical composition and bioactivity screening of various extracts from Dunaliella salina, a green microalga. EXCLI Journal, 13, 679–690. http://dx.doi.org/10.17877/DE290R-6669

15. Chen, H., Jiang, J. G., & Wu, G.H. (2009). Effects of salinity changes on the growth of Dunaliella salina and its isozyme activities of glycerol-3-phosphate dehydrogenase. Journal Agric Food Chemistry, 57, 6178-82. https://doi.org/10.1021/jf900447r

16. Gastelum-Franco, J. J., Esparza-Leal, H. M., García-Ulloa, M., López-Álvarez, E. S., Muy-Rangel, M. D., Pérez-Rubio, V., Ulloa-Mercado, R. G., & Montiel-Montoya, J. (2021). Preliminary evaluation of the green microalga Dunaliella salina as a potential feedstock for biodiesel: effect of molasses on growth and lipid profile. Latin American Journal of Aquatic Research, 49, 763-772. http://dx.doi.org/10.3856/vol49-issue5-fulltext-2755

17. Gómez, P. I., & González, M. A. (2005). The effect of temperature and irradiance on the growth and carotenogenic capacity of seven strains of Dunaliella salina (Chlorophyta) cultivated under laboratory conditions. Biological research, 38(2-3), 151–162. https://doi.org/10.4067/s0716-97602005000200005

18. Gonabadi, E., Samadlouie, H. R., & Shafafi Zenoozian, M. (2022). Optimization of culture conditions for enhanced Dunaliella salina productions in mixotrophic culture. Preparative Biochemistry & Biotechnology, 52, 154–162 http://dx.doi.org/10.1080/10826068.2021.1922917

19. Halme, A. (2015). Polynomial operators for nonlinear systems analysis. Mathematics and Computer Machine Series, (24). https://doi.org/10.13140/RG.2.1.4970.8649

20. Jungmann, L., Hoffmann, S. L., Lang, C., De Agazio, R., Becker, J., Kohlstedt, M., & Wittmann, Ch. (2022). High-efficiency production of 5-hydroxyectoine using metabolically engineered Corynebacterium glutamicum. Microbial Cell Factories, 21(1), 274. http://dx.doi.org/10.1186/s12934-022-02003-z

21. Kalaitzidou, M. P., Alvanou, M. V., Papageorgiou, K. V., Lattos, A., Sofia, M., Kritas, S. K., Petridou, E., & Giantsis, I. A. (2022). Pollution indicators and HAB-associated halophilic bacteria alongside harmful cyanobacteria in the largest mussel cultivation area in Greece. International Journal of Environmental Research and Public Health, 19(9), 5285. http://dx.doi.org/10.3390/ijerph19095285

22. Khayyal, M. T., El-Baz, F. K., Meselhy, M. R., Ali, G. H., & El-Hazek, R. M. (2019). Intestinal injury can be effectively prevented by Dunaliella salina in gamma-irradiated rats. Heliyon, 5(5), e01814. http://dx.doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e01814

23. Kumudha, A., & Sarada, R. (2016). Characterization of vitamin B12 in Dunaliella salina. Journal Food Science Technology, 53, 888–894. http://dx.doi.org/10.1007/s13197-015-2005-y

24. Martínez, G. M., Pire, C., & Martínez-Espinosa, R. M. (2022). Hypersaline environments as natural sources of microbes with potential applications in biotechnology: The case of solar evaporation systems to produce salt in Alicante County (Spain). Current Research in Microbial Sciences, 3, 100136. http://dx.doi.org/10.1016/j.crmicr.2022.100136

25. Martins, A., Alves, C., Silva, J., Pinteus, S., Gaspar, H., & Pedrosa, R. (2023). Sulfated polysaccharides from macroalgae – a simple roadmap for chemical characterization. Polymers, 15(2), 399. http://dx.doi.org/10.3390/polym15020399

26. Moghaieb, R., Abdallah, A., Sharaf, A., Abdallah, N., Samra, B., & Al-Gozyer, R. (2018). Characterization of salt tolerance in four halophytic bacteria strain isolated from solar saltern at Alexandria-Egypt. Bioscience Research, 15, 1905–1916. http://dx.doi.org/10.13140/RG.2.2.32083.12322

27. Oren, A. (2014). The ecology of Dunaliella in high-salt environments. Journal of Biological Research-Thessaloniki, 21, 23. https://doi.org/10.1186/s40709-014-0023-y

28. Silva, M. R., Moura, A. S., Converti, A., Porto, A., Viana, D., & Bezerra, R. P. (2021). Assessment of the potential of Dunaliella microalgae for different biotechnological applications: A systematic review. Algal Research, 8(1), 102396. http://dx.doi.org/10.1016/j.algal.2021.102396

29. Watsuji, T., Naka, A., & Morita, Y. (2021). Effect of temperature and dissolved oxygen on gravity sedimentation of the unicellular alga Dunaliella salina. Annals of Microbiology, 71, 25. https://doi.org/10.1186/s13213-021-01636-6

30. Wu, Z., Promchup, D., Pu, Z., Niran, J., & Chunhong, M. (2016). The effects of light, temperature, and nutrition on growth and pigment accumulation of three Dunaliella salina strains isolated from saline soil. Jundishapur Journal Microbiology, 9. https://doi.org/10.5812/jjm.26732

31. Xi, Y., Zhang, J., Kong, F., Chi J., & Chi Z. (2022). Kinetic modeling and process analysis for photo-production of β-carotene in Dunaliella salina. Bioresources and Bioprocess, 9, 4. http://dx.doi.org/10.21203/rs.3.rs-1017195/v1

32. Xu, Y., & Harvey, P. J. (2019). Carotenoid production by Dunaliella salina under red light. Antioxidants, 8(5), 123. http://dx.doi.org/10.3390/antiox8050123